dc.contributor.author
Herrera Glomm, Katja
dc.date.accessioned
2018-06-07T14:40:02Z
dc.date.available
2008-05-21T00:00:00.649Z
dc.identifier.uri
https://refubium.fu-berlin.de/handle/fub188/216
dc.identifier.uri
http://dx.doi.org/10.17169/refubium-4420
dc.description
0\. Title page, Contents
Zusammenfassung, Summary
1\. Introduction 5
1.1. Compartmentalization of cellular signalling 5
1.2. Cyclic adenosine 3 5 -monophosphate (cAMP) mediated signalling 5
1.3. Protein kinase A (PKA) 7
1.4. Phosphodiesterases 8
1.4.1. PDE4D3 9
1.5. A-kinase anchoring proteins (AKAPs) 9
1.5.1. The AKAP18 family 13
1.6. Compartmentalization of cellular signaling in cardiac myocytes 15
1.6.1. Organization of the cardiac myocyte 15
1.6.2. Molecular mechanism of contractility 17
1.6.3. Adrenergic stimulation 18
1.6.4. Molecular regulation of the PLB-SERCA system 20
1.6.5. Sarcoplasmic Ca2+-ATPase (SERCA2) 20
1.6.6. Phospholamban (PLB) 20
1.6.7. Regulatory features of the PLB-SERCA interaction 21
1.6.8. PDEs in cardiac myocytes 23
1.6.9. AKAPs in cardiac myocytes 23
1.6.10. PLB and AKAPs in heart failure 26
1.7. PKA anchoring in the kidney 29
1.7.1. Water channel trafficking in kidney cells: Aquaporins and water
permeability 29
1.7.2. PKA-triggered AQP2 trafficking 29
1.7.3. AKAP18δ and AQP2 trafficking 31
1.7.4. PDE4 and water reabsorption in the kidney 31
1.8. Aims 32
1\. Materials and methods 33
2.1. Biochemistry 33
2.1.2. Heart homogenate preparation 33
2.1.3. Cell lysis 34
2.1.4. RII-overlay 34
2.1.5. Western blot (WB) 35
2.1.6. Immunoprecipitation 37
2.1.7. cAMP pull down 37
2.1.8. Immunofluorescence microscopy 37
2.1.9. Immunogold electron microscopy (EM) 38
2.2. Plasmids and fusion proteins 39
2.2.1. Polymerase chain reaction (PCR) 39
2.2.2. Mutagenesis 40
2.2.3. AKAP18δ constructs 41
2.2.4 PLB constructs 42
2.2.5. PDE4D3 constructs 43
2.2.6. Transfection of HEK293 cells 43
2.3. Experiments performed at the University of Oslo 43
2.3.1. Heart sub-cellular fractionation 43
2.3.2. Peptide spot experiments 44
2.3.3. Protein expression and purification 44
2.3.4. siRNA 44
2.4. Experiments performed at the University of Padua 45
2.4.1. Ca2+imaging 45
2.5. Renal inner medullary collecting duct (IMCD) cells 46
2.5.1. Culture of primary rat inner medullary collecting duct (IMCD) cells
46
2.5.2. Substances for treatment of IMCD cells 47
2.5.3. Detection of AQP2, RI and RII subunits of PKA in IMCD cells by
immunofluorescence microscopy 47
2.5.4. Immunoisolation of intracellular vesicles and preparation of sub-
cellular fractions 48
3\. Results 49
3.1. PKA compartmentalization in the heart 49
3.1.1. Localization of AKAP18δ in cardiac tissue 49
3.1.2. Interaction between AKAP18δ and PLB 58
3.1.3. Influence of AKAP18δ on the Ca2+re-uptake in the heart 68
3.2. Interaction of AKAP18δ and PDE4D3 in co-transfected HEK293 cells 70
3.2. Interaction of AKAP18δ and PDE4D3 in co-transfected HEK293 cells 70
3.3. Protein kinase A type II activation is sufficient to control the
cellular localization of the water channel aquaporin-2 in the kidney 72
3.3.1. Selective activation of PKA type II is sufficient to elicit the AQP2
shuttle in renal principal cells 72
3.3.2. AQP2, PKA types I and II reside on the same intracellular vesicles 74
3.3.3. Immunofluorescence microscopy 75
4\. Discussion 77
4.1. Heart 77
4.1.1. AKAP18δ is expressed in adult rat heart tissue 77
4.1.2. AKAP18δ is expressed in neonatal rat heart tissue 78
4.1.3. Localization of AKAP18δ to the SR 78
4.1.4. PLB co-precipitates with AKAP18δ 79
4.1.5. PLB interacts directly with AKAP18δ 79
4.1.6. Influence of PLB Ser16 phosphorylation on the AKAP18δ binding 80
4.1.7. HEK293 cells overexpressing PLB mutants and AKAP18δ-YFP 82
4.1.8. AKAP18γ is expressed in rat heart 82
4.1.9. Influence of AKAP18δ on the Ca2+ re-uptake into the SR 83
4.2. Interaction of AKAP18δ and PDE4D 86
4.3. Protein kinase A type II activation is sufficient to control the
translocation of the water channel aquaporin-2 in the kidney 88
5\. Annexes 90
5.1. Amino acid sequences, NCBI database entries 90
5.1.1 PLB 90
5.1.2 AKAP18δ 90
5.1.3 PDE4D 90
5.2. References 91
5.3. Publication list Katja Herrera Glomm/Santamaria 104
dc.description.abstract
ß-Adrenergic stimulation regulates cardiac contractility through a cyclic
adenosine monophosphate (cAMP)- and protein kinase A (PKA)- dependent
signaling pathway. A kinase anchoring proteins (AKAPs) anchor PKA to its
substrates and contribute to the specificity of signaling by
compartmentalizing PKA and other signaling molecules [Wong, Scott 04]. This
study shows that AKAP18δ is expressed in rat cardiac myocytes. There it
interacts with phospholamban (PLB), a protein regulating the sarcoplasmic
Ca2+-ATPase (SERCA). The complex of SERCA, PLB, AKAP18δ and PKA is localized
to the sarcoplasmic reticulum (SR) where AKAP18δ serves as a scaffold that
coordinates PKA phosphorylation of PLB and thereby is involved in the
regulation of ß-adreno receptor-induced increase in Ca2+ re-uptake into the
SR. Additionally AKAP18δ interacts directly with the phosphodiesterase PDE4D.
PDE4D is expressed in cardiac myocytes and renal principal cells. In co-
transfected HEK293 cells the interaction of these two proteins is confirmed
and the binding site mapped to residue 201 and 301 of AKAP18δ. In renal
principal cells this interaction appears to be involved in the regulation of
vasopressin mediated water reabsorption. Compartmentalized cAMP/PKA signaling
regulates water reabsorption in renal principal cells. Phosphorylation of
aquaporin-2 (AQP2) by PKA triggers the redistribution of AQP2 from
intracellular vesicles to the plasma membrane. Depending on the presence of
regulatory RI or RII subunits, PKA is designated type I or II. Both PKA types
are located on AQP2-bearing vesicles. However, selective activation of PKA
type II is sufficient to induce the AQP2 translocation.
de
dc.description.abstract
Der β-adrenerge Signalweg spielt eine entscheidende Rolle in der Regulierung
der Herzfunktion. Dieser Signalweg umfasst die Aktivierung von zyklischem
Adenosin Monophosphat (cAMP) und der Protein Kinase A (PKA). A Kinase
Ankerproteine (AKAPs) verankern die PKA an ihrem Substrat und erhöhen dadurch
die Spezifität verschiedener Signalwege durch Kompartimentalisierung der PKA
in der Zelle. In der vorliegenden Arbeit wurde gezeigt, daß das Ankerprotein
AKAP18δ in Herzmuskelzellen der Ratte exprimiert wird. AKAP18δ interagiert mit
Phospholamban (PLB), einem Protein verantwortlich für die Regulierung der
Ca2+-ATPase (SERCA). Der Signalkomplex aus den Proteinen PLB, SERCA, AKAP18δ
und PKA ist im Sarkoplasmatischen Retikulum (SR) lokalisiert. AKAP18δ fungiert
als Gerüst für die Phosphorylierung des PLB und ist somit an der Regulierung
des ß-adreno-Rezeptor induzierten Anstiegs der Ca2+ Aufnahme des SRs
beteiligt. AKAP18δ interagiert auch mit der Phosphodiesterase PDE4D. Diese
wird sowohl in Herzmuskelzellen, sowie auch in den Hauptzellen des
Sammelrohres in der Niere exprimiert. In dieser Arbeit wird die Interaktion
der beiden Proteine in HEK293 Zellen bestätigt, und die Bindungsstelle für
PDE4 in AKAP18δ lokalisiert. Diese Interaktion scheint an der Regulierung der
Arginin-Vasopressin (AVP) induzierten Wasserrückresorption in den renalen
Hauptzellen des Sammelrohrs beteiligt zu sein. Kompartimentalisierung des
cAMP/PKA Signalweges ist eine Voraussetzung für die Wasserrückresorption in
renalen Hauptzellen des Sammelrohrs. Die Phosphorylierung des Wasserkanals
Aquaporin-2 (AQP2) durch die PKA löst eine Umverteilung des Wasserkanals von
intrazellulären Vesikeln an die Plasmamembran aus. Je nach Art der
regulatorischen Untereinheiten wird die PKA in Typ I und Typ II unterteilt.
Beide PKA Typen sind mit den AQP2-tragenden Vesikeln assoziiert. In dieser
Arbeitkonnte gezeigt werden, daß allein eine Aktivierung der PKA Typ II
ausreicht, um die AQP2 Umverteilung einzuleiten.
de
dc.rights.uri
http://www.fu-berlin.de/sites/refubium/rechtliches/Nutzungsbedingungen
dc.subject
heart, PKA, Phosphplamban
dc.subject.ddc
500 Naturwissenschaften und Mathematik::570 Biowissenschaften; Biologie::570 Biowissenschaften; Biologie
dc.title
Compartmentalization of cAMP signaling in cardiac myocytes and in renal
principal cells
dc.contributor.firstReferee
Prof. Dr. Petra Knaus
dc.contributor.furtherReferee
Prof. Dr. Walter Rosenthal
dc.date.accepted
2008-04-15
dc.date.embargoEnd
2008-05-29
dc.identifier.urn
urn:nbn:de:kobv:188-fudissthesis000000003468-5
dc.title.translated
Kompartimentierung des cAMP abhängigen Signalweges in Herzmuskelzellen und in
den Prinzipalzellen des Sammelrohres der Niere
de
refubium.affiliation
Biologie, Chemie, Pharmazie
de
refubium.mycore.fudocsId
FUDISS_thesis_000000003468
refubium.mycore.transfer
http://www.diss.fu-berlin.de/2008/324/
refubium.mycore.derivateId
FUDISS_derivate_000000003468
dcterms.accessRights.dnb
free
dcterms.accessRights.openaire
open access