dc.contributor.author
König, Bettina
dc.date.accessioned
2018-06-08T01:44:51Z
dc.date.available
2010-09-17T09:23:37.413Z
dc.identifier.uri
https://refubium.fu-berlin.de/handle/fub188/13805
dc.identifier.uri
http://dx.doi.org/10.17169/refubium-18003
dc.description
1 Introduction
....................................................................................................................
1 1.1 Transcription regulation in bacteria
......................................................................... 1
1.1.1 Transcription initiation
......................................................................................
1 1.1.2 Transcription factors
.........................................................................................
2 1.1.3 DNA binding of transcription factors
................................................................. 5 1.1.4
Cooperativity between transcription factors
...................................................... 6 1.2 Plasmids
.................................................................................................................
7 1.2.1 Host range
.......................................................................................................
7 1.2.2 Classification
....................................................................................................
7 1.2.3 Survival strategies
............................................................................................
8 1.2.4 The RP4 plasmid
..............................................................................................
9 1.2.5 The korAB operon
...........................................................................................11
1.2.6 KorA
................................................................................................................12
1.2.7 Cooperativity with KorA
...................................................................................13
1.2.8 The aim of this study
.......................................................................................13
2 Materials
.......................................................................................................................15
2.1 Instruments
............................................................................................................15
2.2 Chemicals
..............................................................................................................17
2.3 Strains and plasmids
..............................................................................................18
2.4 Media and buffers
..................................................................................................19
2.5 Synthetic oligonucleotides
......................................................................................25
2.5.1 Primers
............................................................................................................25
2.5.2 Oligonucleotides for QuikChange mutagenesis
...............................................26 2.5.3 Oligonucleotides for
ITC and crystallization
.....................................................26 3 Methods
........................................................................................................................27
3.1 Molecular biology methods
.....................................................................................27
3.1.1 Polymerase chain reaction (PCR)
...................................................................27 3.1.2
Gel electrophoresis
.........................................................................................28
3.1.3 Annealing of DNA oligonucleotides
.................................................................28 3.1.4
Determination of DNA concentration
...............................................................29 3.1.5
QuikChange mutagenesis (QCM)
....................................................................29 3.1.6
Plasmid preparations
.......................................................................................31
3.1.7 Transformation of chemically competent E. coli cells
.......................................31 3.2 Protein purification and
characterization methods ..................................................32
3.2.1 Expression
......................................................................................................32
3.2.2 Cell lysis
..........................................................................................................32
3.2.3 Precipitation with polyethyleneimine
................................................................32 3.2.4
Ammonium sulfate precipitation (ASP)
............................................................32 3.2.5 Dialysis
............................................................................................................33
3.2.6 Affinity chromatography
...................................................................................33
3.2.7 Cation-exchange chromatography
...................................................................34 3.2.8
Gel-filtration chromatography
..........................................................................34
3.2.9 Determination of protein concentration
............................................................35 3.2.10 SDS and
native PAGE
..................................................................................35
3.2.11 Electrophoretic mobility shift assay (EMSA)
..................................................36 3.2.12 Gel staining
procedures
.................................................................................37
3.2.13 Isothermal titration calorimetry (ITC)
..............................................................37 3.2.14
Analytical ultracentrifugation
..........................................................................40
3.3 Structural methods
.................................................................................................42
3.3.1 Crystallization
..................................................................................................42
3.3.2 Diffraction data collection
................................................................................44
3.3.3 Data processing
..............................................................................................46
3.3.4 The electron density
........................................................................................47
3.3.5 Obtaining phases
............................................................................................48
3.3.6 Model building and refinement
........................................................................52 4
Results
..........................................................................................................................55
4.1 Structure determination
..........................................................................................55
4.1.1 Recombinant expression of korA
.....................................................................55 4.1.2
Purification of KorA
..........................................................................................55
4.1.3 Formation of the KorA-OA* complex
................................................................58 4.1.4
Crystallization of the KorA-OA* complex
..........................................................60 4.1.5 Data
collection
.................................................................................................60
4.1.6 Structure analysis and refinement
...................................................................62 4.2 The
structure of the KorA-OA* complex
..................................................................65 4.2.1 The
KorA monomer
.........................................................................................65
4.2.2 The KorA dimer
...............................................................................................66
4.2.3 The DNA-binding domain of KorA
...................................................................68 4.2.4
Orientation of the operator site
........................................................................69
4.2.5 The operator binding site of KorA
....................................................................70 4.2.9
The conformation of the operator site
..............................................................71 5 Discussion
....................................................................................................................72
5.1 Success and failure of experimental MAD phasing
.................................................72 5.2 Specific DNA-binding
of KorA
................................................................................74
5.3 Structural homologs of KorA
..................................................................................77
5.4 KorA homologs of other IncP-1 plasmids
...............................................................78 5.5 The
dimerization module
........................................................................................79
5.6 Cooperation mechanism in RP4
.............................................................................82
5.7 Conclusion and closing
remarks.............................................................................84
6 Summary
......................................................................................................................86
7 Zusammenfassung
.......................................................................................................88
Appendix A: References
..................................................................................................90
Appendix B: Directories
.................................................................................................
102 Appendix C: Abbreviations
.............................................................................................
104 Curriculum vitae
.............................................................................................................
107 Danksagung
..................................................................................................................
108
dc.description.abstract
Replication and gene expression of plasmids impose a metabolic burden on their
host cells. Plasmids have therefore evolved systems to guarantee their own DNA
stability and integrity. The stringent regulation of gene expression plays the
essential role in the maintenance of plasmids and their hosts. Each step in
transcription initiation can be regulated by transcription factors interacting
at or near the corresponding promoter, where they either activate or repress
the transcription of the gene by interaction with RNA polymerase (RNAP). In
eukaryotes, cooperativity between transcription factors is very common to
increase activation or repression of a promoter by direct protein-protein
interaction or modulation of the local DNA conformation. In prokaryotic
transcription regulation only a few examples of cooperativity are found. KorA
is a global repressor in the promiscuous IncP-1α plasmid RP4 which regulates
cooperatively the expression of plasmid genes whose products are involved in
replication, conjugative transfer, and stable inheritance. The seven operator
binding sites of KorA (OA1 - OA7) are scattered throughout the RP4 plasmid
genome. The aim of this thesis was to determine the high-resolution structure
of KorA bound to its operator binding site, and to elucidate important aspects
of its molecular mechanisms of gene regulation. The structure of the full-
length transcriptional repressor KorA bound to the pseudo-symmetric 18-bp DNA
duplex OA* (5’-CBrUBrU GTT TAG CTA AAC ABrUT-3’), that contains the symmetric
operator sequence and incorporates 5-bromo-deoxyuridine nucleosides, has been
determined by MAD phasing at 1.96-Å resolution. This is the first published
crystal structure of the KorA protein. In the crystal structure, KorA is
present as a symmetric dimer and contacts DNA via a helix-turn-helix (HTH)
motif. Each half-site of the symmetric operator DNA binds one copy of the
protein in the major groove. The operator site is smoothly bent and adopts a
standard B-DNA conformation. The oligonucleotide shows a two-fold disorder in
the crystal structure, however, each specific contact is made to the up and to
the down oriented DNA duplex with very similar hydrogen bond lengths. As
confirmed by mutagenesis studies, the recognition specificity is based on two
KorA side chains, Arg48 and Gln53, forming hydrogen bonds to four bases within
each operator half-site. The performed gel-shift assays strongly suggest that
the binding mode observed in the crystal reflects the mode of operator
recognition by KorA in solution. They identify Gln53 as the crucial residue
for specific operator binding. Analytical ultracentrifugation experiments
confirmed the stable dimeric appearance of KorA in solution. Further
investigation of the binding mode revealed that KorA binds the operator site
as a dimer in a 2:1 molar ratio. The strong binding capacity of wt KorA was
validated in ITC binding studies with the non-brominated 18mer duplex OA
(5’-CTT GTT TAG CTA AAC ATT-3’) containing the class I operator sequence.
Combining structural data and binding assays, these results finally explain
how KorA recognizes and binds to two classes of operator sites on the RP4
plasmid with different affinities. KorA has a unique dimerization module
shared by the RP4 proteins TrbA and KlcB. Considering the high sequence
similarity of their C-termini, it was presumed, that the KorA dimerization
domain might represent the common fold for all. Cooperativity of the global
repressor proteins KorA and TrbA with KorB strongly supported that idea.
Highlighting the preserved region on the exposed molecular surface of KorA
reveals a large patch of identical and type-conserved amino acids at the top
of the dimer region. This conserved surface patch led to the conclusion that
these proteins cooperate with the global RP4 repressor KorB in a similar
manner via this dimerization module and thus regulate RP4 inheritance.
de
dc.description.abstract
Replikation und Genexpression von Plasmiden stellen eine metabolische Last für
ihre Wirtszellen dar. Infolgedessen haben Plasmide einige Systeme
hervorgebracht, die ihre Stabilität und Kopienzahl sichern. Die genaue
Regulierung der Genexpression spielt eine entscheidende Rolle bei der
Erhaltung von Plasmiden, sowie ihres Wirts. Jeder Schritt innerhalb der
Transkriptionsinitiation kann von Transkriptionsfaktoren am entsprechenden
Promoter oder in dessen Umgebung beeinflusst werden. Diese Faktoren aktivieren
oder unterdrücken die Transkription durch Interaktion mit der RNA-Polymerase
(RNAP). In Eukaryoten ist Kooperativität zwischen Transkriptionsfaktoren ein
bekannter Mechanismus, um die Aktivierung oder Unterdrückung des Promoters
durch direkte Protein-Protein-Wechselwirkungen oder durch Ummodellierung der
lokalen DNA-Konformation zu erhöhen. Bei Prokaryoten ist Kooperativität in der
Transkriptionsregulierung nur selten vorzufinden. KorA ist ein globales
Repressorprotein des promiskuitiven IncP-1α Plasmids RP4, welches die
Expression von Plasmidgenen, die in Replikation, konjugativem Transfer, und
stabiler Vererbung involviert sind, reguliert. KorA bindet an sieben
Operatorsequenzen (OA1 OA7), die über das gesamte RP4-Plasmidgenom verteilt
sind. Die Zielsetzung dieser Doktorarbeit war es, eine möglichst
hochaufgelöste Kristallstruktur von KorA im Komplex mit seiner
Operatorbindungsstelle zu erhalten, um den Mechanismus der Genregulation genau
zu beleuchten. Die Struktur des Transkriptionsrepressors KorA, gebunden an ein
pseudo-symmetrisches 18-bp DNA-Duplex OA* (5’-CBrUBrU GTT TAG CTA AAC
ABrUT-3’), welches die symmetrische Operatorsequenz aufweist und
5-Bromodeoxyuridinnukleoside beinhaltet, wurde mittels MAD-Phasierung bei
einer Auflösung von 1.96-Å bestimmt. Dies ist die erste publizierte
Kristallstruktur des KorA Proteins. Im Kristall ist KorA ein symmetrisches
Dimeres, welches die DNA mit einem Helix-Turn-Helix-Motiv kontaktiert. Jede
Hälfte der symmetrischen Operator-DNA bindet eine Kopie des Proteins in der
großen Furche. Die Operator-DNA ist leicht gebogen und weist die Form von
B-DNA auf. Die Oligonukleotide befinden sich in zwei Ausrichtungen im Kristall
und überlagern sich in der Struktur. Aufgrund dieser zwei verschiedenen
Orientierungen ist jeder spezifische Kontakt zum herauf- und herunterführenden
DNA-Duplex ausgebildet, wobei sich die Längen der Wasserstoffbrückenbindungen
einander sehr ähnlich sind. Durch Mutagenesestudien konnte die spezifische
DNA-Erkennung durch KorA auf zwei Seitenketten von Arg48 und Gln53 eingegrenzt
werden. Beide Reste bilden in der Kristallstruktur Wasserstoffbrückenbindungen
zu insgesamt vier Basen innerhalb jedes Halb-Operators aus. Die im Anschluss
durchgeführten Gel-Retardationsexperimente konnten bestätigen, dass der im
Kristall erhaltene Bindungszustand mit dem in Lösung gefundenen übereinstimmt.
Gln53 wurde als der entscheidende Rest für die spezifische Operatorbindung
ermittelt. Ultrazentrifugationsexperimente bestätigten, dass KorA in Lösung
ein sehr stabiles Dimeres ist. Weitere Untersuchungen betreffs des
Bindungszustands ergaben, dass KorA DNA im molaren Verhältnis 2:1 bindet. Das
hohe Bindungsvermögen von wt KorA wurde anhand von ITC-Bindungsstudien mit dem
unbromierten 18-bp Oligonucleotid OA (5’-CTT GTT TAG CTA AAC ATT-3’), welches
die Operatorsequenz der Klasse I trägt, bestätigt. Kombiniert man die Daten
aus Kristallstrukturanalyse und biochemischen Bindungsstudien, dann
verdeutlicht sich, wie KorA die zwei Operatorklassen mit unterschiedlicher
Affinität erkennt und bindet. KorA besitzt ein einzigartiges
Dimerisierungsmodul, welches auch bei zwei anderen RP4-Proteinen, TrbA und
KlcB, zu finden ist. Berücksichtigt man die hohe Sequenzähnlichkeit ihrer
C-Termini, kann angenommen werden, dass alle drei Proteine eine ähnliche
Struktur der Dimerisierungsdomaine aufweisen. Kooperativität der globalen
Repressorproteine KorA und TrbA mit KorB unterstützt diese Hypthese.
Verdeutlicht man die konservierten Regionen auf der äußeren Moleküloberfläche
von KorA, dann ergibt sich eine ausgedehnte Fläche identischer und ähnlicher
Aminosäuren direkt auf dem oberen Teil der Dimerisierungsregion. Diese
konservierte Region auf der Dimerisierungsoberfläche lässt die
Schlussfolgerung zu, dass KorA, TrbA und KlcB mit dem globalen
RP4-Repressorprotein KorB in gleicher Weise über eben dieses
Dimerisierungsmodul kooperieren und dadurch die Stabilität des RP4 Plasmids
regulieren.
de
dc.rights.uri
http://www.fu-berlin.de/sites/refubium/rechtliches/Nutzungsbedingungen
dc.subject
plasmid partition
dc.subject
transcription regulator
dc.subject.ddc
500 Naturwissenschaften und Mathematik::570 Biowissenschaften; Biologie
dc.title
Structural and functional studies of the global transcription regulator KorA
of plasmid RP4
dc.contributor.firstReferee
Prof. Dr. Udo Heinemann
dc.contributor.furtherReferee
Prof. Dr. Markus Wahl
dc.date.accepted
2009-10-07
dc.identifier.urn
urn:nbn:de:kobv:188-fudissthesis000000018075-3
dc.title.translated
Strukturelle und funktionelle Studien des globalen Transcriptionsregulators
KorA des RP4 Plasmids
de
refubium.affiliation
Biologie, Chemie, Pharmazie
de
refubium.mycore.fudocsId
FUDISS_thesis_000000018075
refubium.mycore.derivateId
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open access