id,collection,dc.contributor.author,dc.contributor.firstReferee,dc.contributor.furtherReferee,dc.contributor.gender,dc.date.accepted,dc.date.accessioned,dc.date.available,dc.date.issued,dc.description,dc.description.abstract[de],dc.description.abstract[en],dc.format.extent,dc.identifier.uri,dc.identifier.urn,dc.language,dc.rights.uri,dc.subject,dc.subject.ddc,dc.title,dc.title.translated[en],dc.type,dcterms.accessRights.dnb,dcterms.accessRights.openaire,dcterms.format[de],refubium.affiliation[de],refubium.mycore.derivateId,refubium.mycore.fudocsId,refubium.note.author "10f58779-33fd-4794-bac3-c473ffe40c74","fub188/14","John, Anita","Prof. Dr. Stefan Britsch","Prof. Dr. Fritz Rathjen","n","2009-02-18","2018-06-08T01:03:05Z","2009-02-27T11:23:10.746Z","2009","1 EINLEITUNG .................................................................................................... 5 1.1 Das Rückenmark......................................................................................................6 1.2 Die Entwicklung des Rückenmarks........................................................................7 1.2.1 Die Differenzierung der Neurone des dorsalen Horns ..........................................................7 1.2.2 Die neuronale Morphogenese und ihre Regulation...............................................................9 1.3 Etablierung neuronaler Konnektivität im Rückenmark .......................................11 1.4 Der Zinkfinger- Transkriptionsfaktor Bcl11a.........................................................13 1.5 Zielsetzung der Arbeit ...........................................................................................15 2 MATERIAL UND METHODEN ....................................................................... 17 2.1 Material ...................................................................................................................17 2.1.1 Laborausstattung ...................................................................................................................17 2.1.2 Mausstämme.........................................................................................................................17 2.1.3 Bakterienstämme ...................................................................................................................18 2.1.4 Plasmidvektoren....................................................................................................................18 2.1.5 RNA-Sonden für die in situ-Hybridisierungen ......................................................................18 2.1.6 Oligonukleotide ......................................................................................................................18 2.1.7 Antikörper ...............................................................................................................................19 2.2 Methoden................................................................................................................20 2.2.1 Molekularbiologische Methoden ...........................................................................................20 2.2.1.1 Präparation von Plasmid-DNA und DNA-Fragmenten ................................................20 2.2.1.2 Isolation von genomischer DNA aus embryonalem Gewebe und Biopsien...............20 2.2.1.3 PCR................................................................................................................................21 2.2.1.4 Microarray-Expressionsanalyse ....................................................................................21 2.2.1.4.1 RNA-Isolation und Aufreinigung.............................................................................21 2.2.1.4.2 cDNA- Synthese.......................................................................................................22 2.2.1.4.3 In vitro-Transkription und Biotin-Markierung von cRNA.......................................22 2.2.1.4.4 Microarray- Hybridisierung ......................................................................................23 2.2.2 Bakterien- und Zellkultur .......................................................................................................23 2.2.2.1 Bakterientransformation.................................................................................................23 2.2.2.2 Kultur primärer neuronaler Zellen..................................................................................23 2.2.2.2.1 Kultur dorsaler Neurone des Rückenmarkes ........................................................24 2.2.2.2.2 Kultur und Transfektion neuronaler Zellen des Hippocampus.............................24 2.2.3 Präparation von embryonalem und postnatalem Mausgewebe .........................................24 2.2.4 Histologische Methoden ........................................................................................................25 2.2.4.1 Herstellung von Gewebeschnitten ................................................................................25 2.2.4.1.1 Vibratomschnitte......................................................................................................25 2.2.4.1.2 Gefrierschnitte .........................................................................................................26 2.2.4.2 Golgi-Färbung von dorsalem Rückenmarksgewebe....................................................26 2.2.4.3 DiI-Markierung von primären sensorischen Neuronen ................................................27 2.2.4.4 In situ- Hybridisierungsmethoden...................................................................................27 2.2.4.4.1 In-vitro-Transkription und DIG-Markierung von RNA-Sonden .............................27 2.2.4.4.2 In situ-Hybridisierungen auf Gefrierschnitten........................................................28 2.2.4.5 Immunhistologie und Immunzytologie...........................................................................29 2.2.4.5.1 Immunhistologie auf Gefrierschnitten und TUNEL-Analyse ................................29 2.2.4.5.2 Immunzytologie von neuronalen Primärzellkulturen.............................................30 2.2.5 Datenanalyse .........................................................................................................................30 2.2.5.1 Dokumentation histologischer Daten ............................................................................30 2.2.5.2 Bestimmung der Zellzahlen ...........................................................................................30 2.2.5.3 Quantifizierung mit Hilfe der Sholl-Analyse ..................................................................31 2.2.5.4 Statistik und Expressionsanalyse von Microarrays......................................................31 3 ERGEBNISSE.................................................................................................33 3.1 Analyse der Expression von Bcl11a während der Entwicklung des Rückenmarks......................................................................................................... 33 3.2 Konditionelle Mutagenese des Bcl11a-Lokus in der Maus................................. 36 3.3 Analyse der neuronalen Differenzierung im dorsalen Horn von Bcl11a- Mutanten ................................................................................................................ 38 3.4 Die neuronale Morphogenese in den Bcl11a- Mutanten...................................... 43 3.4.1 Primärzellkulturen dorsaler spinaler Neurone ......................................................................45 3.4.2 Primärzellkulturen hippocampaler Neurone .........................................................................47 3.4.3 Rescue Bcl11a-mutanter hippocampaler Neurone..............................................................51 3.4.4 Transfektion von Bcl11a in hippocampale Wildtypneurone ................................................53 3.4.5 Untersuchung der Morphologie der Pyramidenzellen in vivo..............................................54 3.5 Projektionen primärer sensorischer Neurone in das dorsale Horn ................... 56 3.5.1 Die Projektionen primärer sensorischer Neurone in Brn4-Cre-rekombinierten Tieren .....57 3.5.2 Axonale Projektionen und die neuronale Architektur in Ht-PA-Cre- rekombinierten Tieren .....60 3.6 Identifizierung transkriptioneller Zielgene von Bcl11a ....................................... 61 4 DISKUSSION..................................................................................................65 4.1 Neuronale Differenzierung im dorsalen Horn...................................................... 65 4.2 Bcl11a ist essentiell für die neuronale Morphogenese....................................... 66 4.3 Bcl11a ist wichtig für die Etablierung von neuronalen Schaltkreisen............... 69 4.4 Molekulare Mechanismen der Bcl11a-Funktion .................................................. 73 4.5 Konservierte Funktionen von Bcl11a im Nervensystem und im lymphatischen System................................................................................................................... 75 4.6 Ist Bcl11a evolutionär konserviert? ..................................................................... 77 4.7 Ausblick ................................................................................................................. 79 5 ZUSAMMENFASSUNG..................................................................................83 6 SUMMARY......................................................................................................85 7 LITERATUR....................................................................................................87 8 ANHANG.......................................................................................................101","Der Zinkfinger-Transkriptionsfaktor Bcl11a (Evi9, CTIP1) ist im lymphatischen System und im Nervensystem exprimiert. Im lymphatischen System ist Bcl11a essentiell für die Reifung von B-Zellen und die Differenzierung bestimmter Typen von T-Zellen. Demgegenüber war die Funktion von Bcl11a während der Entwicklung des Nervensystems bisher nur wenig verstanden. In dieser Arbeit konnte ich zeigen, dass Bcl11a essentiell für die neuronale Differenzierung ist. Die konditionelle Deletion von Bcl11a in der Maus zeigt, dass Bcl11a für die späte Differenzierung der dorsalen Neurone des Rückenmarks benötigt wird. Im dorsalen Horn der Bcl11a-Mutanten ist die Expression bestimmter Neurotransmitter-Rezeptoren reduziert und die Morphologie der dorsalen Neurone gestört. In vitro-Analysen in Primärzellkulturen zeigen, dass Bcl11a nicht nur für die neuronale Morphogenese benötigt wird, sondern auch ausreichend ist, um ein vermehrtes Auswachsen von Neuriten zu induzieren. Bcl11a ist im dorsalen Horn wichtig für das Einwachsen von Axonen nocizeptiver Neurone und beeinflusst deren Fähigkeit, korrekte synaptische Verschaltungen im Rückenmark zu etablieren. In einer genomweiten Analyse zur Identifikation transkriptioneller Zielgene von Bcl11a, konnten Gene identifiziert werden, welche die Dynamik des Zytoskeletts regulieren, an der Neurotransmission beteiligt sind und etablierte Funktionen während der axonalen Wegfindung von Neuronen haben. Zusammengefasst zeigen diese Ergebnisse zum ersten Mal, dass Bcl11a wesentliche Funktionen während der Entwicklung des Nervensystems ausübt. Meine Untersuchungen deuten darauf hin, dass Bcl11a verschiedene entwicklungsbiologische Prozesse orchestriert, die zur Etablierung von funktionellen neuronalen Schaltkreisen führen.","There is emerging evidence that transcription factors, which are functionally involved in the development of the lymphatic system, also control important steps in neuronal differentiation. The zinc finger transcription factor Bcl11a (Evi9, CTIP1) is expressed in the nervous system as well as in lymphatic tissues. Previously it was shown that Bcl11a is essential for normal lymphoid development. Bcl11a null mice lack mature B-cells and the development of several types of T-cells is impaired. This work demonstrates that Bcl11a is essential for neuronal development as well. Conditional ablation in mice revealed that Bcl11a is required for the late differentiation of dorsal spinal neurons. In the dorsal horn Bcl11a mutant mice show reduced expression of neurotransmitter receptors. Furthermore the morphology of mutant dorsal spinal neurons is disturbed. Detailed analysis in primary cell cultures demonstrated that Bcl11a is not only required but also sufficient to promote neuronal morphogenesis. Moreover, nociceptive neurons depend on Bcl11a expression in postsynaptic spinal target neurons to be able to grow into the dorsal horn and to provide synaptic input. In a genome-wide screen for transcriptional targets down-regulated in Bcl11a mutant spinal neurons I identified genes linked to neurotransmission, the regulation of cytoskeletal dynamics, as well as secreted factors with established functions in axonal guidance. Taken together, the genetic analysis of Bcl11a mutants reveals, for the first time, essential functions of this factor in the development of the central nervous system. These data suggest that Bcl11a orchestrates different developmental processes, which lead to the establishment of functional neuronal circuits.","106 S.","https://refubium.fu-berlin.de/handle/fub188/12874||http://dx.doi.org/10.17169/refubium-17072","urn:nbn:de:kobv:188-fudissthesis000000008714-5","ger","http://www.fu-berlin.de/sites/refubium/rechtliches/Nutzungsbedingungen","Bcl11a||Nervensystem||dorsales Rückenmark||neuronale Differenzierung||Morphogenese","500 Naturwissenschaften und Mathematik::570 Biowissenschaften; Biologie","Funktionelle Analyse des Zinkfinger-Transkriptionsfaktors Bcl11a während der Entwicklung des Rückenmarks in der Maus","Functional analysis of the zinc finger transcription factor Bcl11a during spinal cord development in the mouse","Dissertation","free","open access","Text","Biologie, Chemie, Pharmazie","FUDISS_derivate_000000005207","FUDISS_thesis_000000008714","Leerseiten sind in der elektronischen Version nicht enthalten"